聚-L-乳酸微球真皮填充剂在体内刺激胶原合成的有效性

摘要

背景：皮内注射填充剂，如聚左旋乳酸（PLLA）微球和透明质酸（HA），为皮肤年轻化提供了可能。然而，这些填充剂的生物学效应及其在胶原蛋白合成中的作用机制尚未完全阐明。本研究旨在探讨PLLA微球填充剂对大鼠真皮的组织学影响。

方法：本研究以PLLA微球为实验组，透明质酸（HA）和生理盐水分别为阳性对照组和阴性对照组。将等剂量的交联HA、生理盐水和PLLA微球皮内注射于雄性Sprague–Dawley大鼠背部。通过苏木精-伊红（H&E）、Ki-67、α-平滑肌肌动蛋白（α-SMA）、Herovici和天狼猩红染色对活检样本进行组织学分析。同时进行I型和III型胶原蛋白、CD68和CD90的免疫荧光染色。定量数据采用双因素方差分析（Two-way ANOVA）进行统计处理。

结果：PLLA微球显著提升了I型和III型胶原蛋白的表达水平，并在大鼠真皮中维持组织稳态。研究显示，PLLA微球在早期主要刺激III型胶原蛋白的合成，而在后期则以促进I型胶原蛋白为主。注射至真皮组织后，早期有成纤维细胞和巨噬细胞围绕微球聚集，随后成纤维细胞转化为肌成纤维细胞，这一过程积极促进了I型胶原蛋白的产生。值得注意的是，HA对I型胶原蛋白的合成有显著促进作用（P < 0.05），但对III型胶原蛋白无明显影响。而生理盐水对两种胶原蛋白在整个实验周期内均未显示出任何可测的促进作用。

结论：HA和PLLA微球均能有效提升I型胶原蛋白的水平，并维持真皮组织的稳态。由于其较长的降解周期和持久效果，PLLA微球可作为皮内胶原再生填充剂的主要成分。

循证医学证据等级V：本期刊要求作者为每篇文章指定循证医学证据等级。有关这些证据等级的完整说明，请参考期刊目录或在线作者指南www.springer.com/00266。

关键词：聚-L-乳酸，透明质酸，真皮填充剂，胶原蛋白，年轻化

介绍

皮肤老化是一个由多种因素影响的自然生理过程。与皮肤老化相关的关键成分包括细胞外基质、胶原蛋白、透明质酸（HA）、弹性蛋白和糖胺聚糖[1]。随着寻求面部年轻化的患者日益增多，临床医生已开发出多种微创技术。填充剂注射是仅次于A型肉毒毒素注射的第二大受欢迎的美容程序[2]。在可降解的真皮填充剂中，交联透明质酸最为常用，其次是可刺激胶原蛋白生成的填充剂，这类填充剂可促进天然胶原蛋白的合成。后者包括聚己内酯和聚左旋乳酸（PLLA）等聚合物，其在生物学作用、降解动力学和功效机制方面各不相同[3]。

胶原蛋白是抗衰老护肤的关键成分之一，是由真皮成纤维细胞合成的真皮主要结构成分[4]。胶原蛋白可分为多种类型，其中I型和III型分别占成人皮肤的约85%和10–15% [4]。III型胶原蛋白若合成量不足，易被耗尽，从而导致皱纹和皮肤松弛[5]。补充胶原蛋白及促进其合成是中胚层疗法的重要手段[6–8]。中胚层疗法是一种通过向真皮内注射填充剂来实现皮肤年轻化和紧致的技术，被认为是一种安全的治疗方法[6, 7, 9]。

HA是中胚层疗法中最常用的可注射填充剂之一。HA在维持皮肤水分方面发挥着关键作用，其减少与皮肤脱水、萎缩和弹性丧失密切相关。因此，HA在皮肤老化过程中具有重要作用[10–13]。

早期研究表明，PLLA在体内可降解，并具有一定的生物学效应，如引发炎症反应并刺激胶原蛋白的生成[14]；因此，PLLA被广泛应用于治疗因获得性免疫缺陷综合征引起的面部组织萎缩以及Parry-Romberg综合征[15–17]。PLLA刺激胶原蛋白合成的机制可能与巨噬细胞和成纤维细胞的协同作用有关。这一发现表明PLLA具有逐步发挥和持久有效的特点[14]。其作用并非源于单纯的组织填充，而是通过刺激成纤维细胞活性并促进胶原蛋白合成实现的[18]。

已有研究明确了PLLA（Sculptra，Galderma，美国）在面部体积重塑方面的效果[3, 19–21]。然而，PLLA微球在真皮层中的作用尚未被系统性阐明。因此，本研究旨在探讨PLLA微球真皮内注射后的生物学和组织学效应，并探讨其刺激胶原蛋白合成的潜在机制。

材料和方法

实验动物与实验方案

本研究共采用36只体重为280–300克的雄性Sprague–Dawley大鼠，随机分为六组。所有动物均饲养在适宜的环境中，温度控制在20–22 °C，实行12小时光/暗交替周期。

所有动物均经腹腔注射2%戊巴比妥钠（0.25 mL/100 g）麻醉。大鼠取俯卧位固定，背部毛发剃除，标记脊柱中线。注射部位位于肩胛骨下缘至髂骨上缘之间，分别在身体两侧平均注射四点，具体如下：一侧三个点分别注射0.1 mL PLLA（340 mg/5 mL；Löviselle，赛诺倍姆，长春，中国），其主要成分为PLLA微球、甘露醇及羧甲基纤维素钠；另一侧三个点注射HA（Restylane®；高德美，瑞士洛桑）；其余两个点注射等量生理盐水。动物分别于注射后第2、4、8、12、18和24周处死，并于处死后立即取注射部位皮肤进行活检取样。

图1展示了所采用模型及实验流程的示意图。

图1 动物模型与活检取样示意图

免疫组织化学

皮肤活检样本经 10% 福尔马林固定后，依次用不同浓度梯度的乙醇（70%–99%）进行脱水，再经二甲苯透明处理后浸入石蜡中。随后将组织包埋成石蜡块，并切片至厚度为 5 μm 的垂直切片。采用标准免疫组织化学方法对组织进行苏木精-伊红（H&E）、Herovici、α-平滑肌肌动蛋白（α-SMA）、Ki-67 和 Sirius Scarlet 染色 [22]。所有切片均使用全景扫描仪（3DHISTECH，匈牙利）进行扫描。

免疫荧光

对于免疫荧光染色，切片先进行脱蜡处理，并通过乙醇梯度重水化。使用3%牛血清白蛋白封闭后，切片与兔抗I型胶原抗体（1:1000；Servicebio，中国）在4°C条件下孵育过夜。随后于室温下孵育辣根过氧化物酶标记的山羊抗兔二抗（1:300；Servicebio）50分钟。

同样的方法用于兔抗 III 型胶原（1:1000）、兔抗CD68（1:100）及兔抗CD90（1:300）抗体的染色。最后，使用DAPI（4’,6’-二脒基-2-苯基吲哚；Servicebio）对细胞核进行染色。每组样本随机选取5个视野（n = 3/组），并使用荧光显微镜（Nikon Eclipse C1；日本尼康公司）进行图像采集。

统计分析

数据正态性通过Shapiro–Wilk检验评估。所有数据采用双因素方差分析（two-way ANOVA）及Tukey事后检验进行统计处理，显著性水平设定为0.05。结果以均值±标准误（SEM）表示，P < 0.05视为具有统计学意义。

结果

H&E染色

图2A展示了在注射生理盐水、透明质酸（HA）或聚左旋乳酸（PLLA）后2–24周采集的皮肤真皮层活检样本的H&E染色代表性图像。不同PLLA微球的代谢速率存在差异，且在研究后期，相对较小粒径的微球在总体数量中所占比例较大。在整个观察期间，PLLA微球周围可见炎性反应。交联HA随时间逐渐被消耗。HA周围可见轻度炎性细胞浸润，提示其诱导的炎症反应较弱。

图2 皮肤活检切片的显微照片。A：在皮肤注射生理盐水、透明质酸（HA）和聚-L-乳酸（PLLA）后的2、4、8、12、18和24周，使用苏木精-伊红（H&E）染色的皮肤活检切片。*和黑色箭头分别指示HA（白色空洞）和PLLA微球。B：在生理盐水、HA和PLLA注射后的3天，进行免疫荧光染色。免疫荧光染色显示CD68+巨噬细胞（红色）位于第一层细胞，CD90+成纤维细胞（绿色）位于第二层细胞，紧邻PLLA。细胞核（蓝色）通过4’，6’-二氨基-2-苯基吲哚（DAPI）进行标记。比例尺：200 µm。数据以均值±标准误（SEM）表示。统计学显著性通过双因素方差分析（ANOVA）及Tukey事后检验计算。NS表示无统计学意义；*P < 0.05；**P < 0.01；***P < 0.001。箭头指示CD68+、CD90+和CD68+CD90+细胞（原始放大倍数 × 200）。

CD68 与 CD90 的免疫荧光染色

在注射PLLA微球后的第3天，大量CD68阳性的巨噬细胞侵润至微球内部，同时大量CD90阳性的成纤维细胞排列在微球外层（图2B）。与PLLA微球相比，交联型透明质酸（HA）周围可见的巨噬细胞和成纤维细胞明显较少，且与生理盐水组相比无显著差异。DAPI 标记的细胞核聚集形成少量亮蓝色团簇。PLLA微球显著增加了CD68和CD90的表达水平。

Herovici 染色

Herovici 胶原染色用于区分新合成胶原和成熟胶原的分布情况[23]。PLLA微球显著增加了未分化胶原的生成（图3）。在注射后第2周即可观察到新生成的胶原。第8至12周，PLLA微球周围新生胶原的沉积更加明显。即使在第24周时，微球周围仍可观察到新形成的胶原。在24周的观察期内，其余两组对照组均未显示出明显的新生胶原形成（P < 0.05）。

图3 Herovici染色显示对照组、透明质酸（HA）组及聚左旋乳酸（PLLA）组在第2、4、8、12、18和24周的真皮组织变化。比例尺：200微米。新合成的胶原在组织与填充剂的交界处排列整齐（箭头所示）（原始放大倍数×200）。

I型与III型胶原的免疫荧光染色

免疫荧光成像显示，在所有观察时间点，HA组和PLLA组的I型胶原表达均高于生理盐水组（图4A）。这种差异在PLLA微球组中尤为显著。在注射物的中心和边缘区域可见大量被胶原包裹的微球。注射后两周，PLLA微球及交联HA周围均可观察到胶原沉积。PLLA微球组的I型胶原表达在12周内持续增加，随后PLLA微球周围的胶原沉积逐渐减少。

图4 大鼠真皮组织在对照组、透明质酸（HA）组和聚左旋乳酸（PLLA）组于第2、4、8、12、18和24周的组织学评估。A：I型胶原的免疫荧光染色。箭头所示为I型胶原沉积部位。B：III型胶原的免疫荧光染色。箭头所示为III型胶原沉积部位。C：各时间点I型胶原的平均荧光强度。D：III型胶原的平均荧光强度。比例尺：200 µm。数据以平均值±标准误（SEM）表示。统计显著性通过双因素方差分析（two-way ANOVA）并辅以Tukey事后检验计算。NS 表示无统计学差异；*P < 0.05；**P < 0.01；***P < 0.001（原始放大倍数× 200）。

在第2周，免疫荧光结果显示PLLA微球周围已有III型胶原沉积，且该趋势在第8周前持续增强（图4B）。在PLLA微球注射后的12周内，PLLA组的III型胶原表达水平高于另外两组。与I型胶原类似，大量III型胶原包裹出现在微球的中心与边缘区域。随后，III型胶原沉积持续减少，直至第18周时，HA组与PLLA组之间差异不显著（P > 0.05）。比较性组织病理学分析显示，HA处理组与生理盐水对照组之间在III型胶原沉积方面无显著差异（P > 0.05）。

Sirius猩红染色

Sirius猩红染色结果如图5所示。在为期12周的观察期间，PLLA微球周围的III型胶原纤维比例较高，并且与HA组相比具有统计学显著差异（P < 0.05），但与生理盐水组相比无显著差异（P > 0.05）。相比之下，两个对照组中的胶原成分几乎完全由成熟的I型胶原纤维组成，且两组之间无显著差异（P > 0.05）。从第18周开始，PLLA微球组中I型胶原的比例显著高于生理盐水组（P < 0.001）。

图5 A：在不同时间点，通过圆偏振光显微镜观察对照组、透明质酸（HA）组和聚左乳酸（PLLA）组真皮的组织学切片。B：各组真皮中I型胶原与III型胶原像素面积的比值。比例尺：200 µm。数据以平均值±标准误（SEM）表示。统计显著性通过双因素方差分析（two-way ANOVA）及Tukey事后检验计算。NS表示无统计学差异；*P < 0.05；**P < 0.01；***P < 0.001（原始放大倍数×200）。

Ki-67染色

图6A显示了各组注射后真皮层中Ki-67阳性细胞的比例。注射后第2周，交联透明质酸（HA）组和聚左旋乳酸（PLLA）微球组大鼠真皮层中的Ki-67阳性细胞数量相比于生理盐水组显著增加（P < 0.01），但两者之间无显著性差异（P > 0.05）。两周后，PLLA微球周围的Ki-67阳性细胞数量持续增加，与其他两组相比具有显著性差异（P < 0.05）。这一趋势持续至第12周，之后阳性细胞数量开始下降，但直到第24周仍显著高于生理盐水组（P < 0.01）。

图6 大鼠真皮组织在对照组、透明质酸（HA）组和聚左乳酸（PLLA）组于第2、4、8、12、18和24周的组织学评估。A：Ki-67免疫组织化学染色。箭头所示为Ki-67阳性细胞。B：α-平滑肌肌动蛋白（α-SMA）免疫组织化学染色。新合成的胶原蛋白沿组织与填充剂交界处排列（箭头所示）。C：Ki-67阳性细胞的阳性率。D：α-SMA的平均面积密度。比例尺：200 µm。数据以均值±标准误（SEM）表示。统计学显著性通过双因素方差分析（two-way ANOVA）并采用Tukey事后检验（Tukey’s post hoc test）计算。NS表示无统计学差异；*P < 0.05；**P < 0.01；***P < 0.001（原始放大倍数× 200）。

α-SMA染色

α-SMA免疫组织化学染色结果如图6B所示。在所有时间点中，PLLA组中α-SMA阳性细胞的数量均显著高于HA组和生理盐水组（P < 0.001）。在PLLA微球组中，α-SMA的表达自第2周至第8周逐渐增加。然而，在第8周后，表达开始减少。即便在第24周，α-SMA的表达水平仍与其余两组存在显著差异（P < 0.001）。

对皮肤年轻化微创美容治疗需求的不断增长，已成为医学研究中的热点话题。聚左乳酸（PLLA）和透明质酸（HA）等物质被广泛用作真皮填充剂。本研究证实了PLLA微球能够促进真皮胶原蛋白的增生，并探讨了其潜在机制。此外，PLLA微球可促进成纤维细胞在体内的活化，从而增强I型和III型胶原蛋白的再生。因此，PLLA被认为是皮肤年轻化的优选材料。

讨论

对皮肤年轻化微创美容治疗需求的不断增长，已成为医学研究中的热点话题。聚左旋乳酸（PLLA）和透明质酸（HA）等物质被广泛用作真皮填充剂。本研究证实了PLLA微球能够促进真皮胶原蛋白的增生，并探讨了其潜在机制。此外，PLLA微球可促进成纤维细胞在体内的活化，从而增强I型和III型胶原蛋白的再生。因此，PLLA被认为是皮肤年轻化的优选材料。

PLLA是一种生物相容性良好、可降解、可吸收的聚合物，可安全应用于多种用途[24–27]。此外，PLLA可通过刺激成纤维细胞合成胶原蛋白，起到增加组织体积的作用。Herovici染色显示，在长达24周的观察期间，PLLA微球周围出现了新生的未分化胶原沉积，表明PLLA微球对胶原蛋白产生的刺激是一个动态且持续的过程。I型和III型胶原的免疫荧光染色结果显示，这两种胶原蛋白的沉积在24周内并未同时达到峰值，其中III型胶原的生成高峰早于I型胶原约四周。这提示PLLA微球可能在早期主要刺激III型胶原的合成，而在后期则刺激I型胶原的合成。该结果亦得到了天狼猩红染色的支持：12周内PLLA微球周围的III型胶原比例高于两个对照组。III型胶原在伤口愈合和组织生长过程中数量增加，新生成的III型胶原纤维较薄、不规则，最终被更厚、排列紧密且规则的I型胶原替代[17]。这解释了在后期观察中三组真皮中I型胶原比例升高的现象。本研究进一步表明，注射PLLA微球可增加I型和III型胶原的沉积，展示了其持久的组织再生效果。

成纤维细胞在炎症因子的刺激下被激活转变为肌成纤维细胞，并产生I型胶原，α-SMA是肌成纤维细胞的表面标志物[28]。对α-SMA的半定量分析可用于评估成纤维细胞活化程度及其合成I型胶原的能力。我们发现，在整个观察期内，PLLA微球注射后α-SMA的表达量显著高于两个对照组。本研究中，在PLLA微球注射初期，其周围聚集了大量的成纤维细胞和巨噬细胞，而这种现象在交联HA或生理盐水组中极少见，提示这两类细胞可能参与了PLLA微球的代谢过程。H&E染色显示，在整个观察期内，PLLA微球周围持续存在炎性细胞浸润。半定量α-SMA染色也显示，PLLA微球周围的成纤维细胞在整个观察期内均处于活跃状态。相比之下，HA组与生理盐水组未见明显的炎性细胞浸润或α-SMA表达，这可能解释了两者在III型胶原沉积方面未见显著差异的原因（免疫荧光结果支持此观点）。在第8至第12周之间，PLLA微球周围的α-SMA表达逐渐升高，提示该时期胶原合成能力亦逐渐增强，这与I型胶原免疫荧光染色在约第12周达到峰值的结果一致。

Ki-67染色结果提示，PLLA微球周围的细胞增殖活性在整个24周观察期内较高。结合H&E、α-SMA染色及CD68、CD90免疫荧光结果，我们推测巨噬细胞与成纤维细胞在PLLA微球作用下呈活跃增殖状态，半定量分析进一步支持了I型与III型胶原沉积量的变化趋势。

组织学观察确认，适量HA注射可产生积极效果。然而，过量注射可能导致面部浮肿与组织松弛，违背了年轻化治疗的初衷。注射生理盐水稀释的PLLA微球有助于微球在组织间隙中的均匀分布，同时不破坏原有紧密的组织结构。被激活的成纤维细胞可在微球周围合成胶原，从而填补松弛的组织间隙，可能带来皮肤弹性与外观的改善。在临床应用中，PLLA注射可有效增加局部组织体积，改善因衰老引起的面部松弛和弹性减退问题。其效果并非立竿见影，而是逐渐而持久的。此外，α-SMA作为肌成纤维细胞的重要标志物[29, 30]，其免疫组织化学染色结果提示微球周围成纤维细胞被激活，有向肌成纤维细胞转化的潜力。肌成纤维细胞的收缩作用可能对皮肤紧致有一定贡献，但其与临床上观察到的紧致效果之间的直接相关性尚需进一步研究[31–33]。HA适用于改善干燥皮肤与细纹，而PLLA则在紧致皮肤、恢复弹性方面具有显著潜力。个体化治疗应根据患者的具体需求选择最合适的填充材料，以提高注射的效果与安全性。

本研究仍存在若干局限。首先，PLLA微球在临床应用中仍处于初步探索阶段。未来需通过临床随机对照试验、组织学观察及长期随访来进一步研究其潜力。此外，还需评估PLLA微球代谢产物乳酸对成纤维细胞合成胶原的影响。本研究亦未探讨注射的最优剂量，即在保障组织安全的前提下，能促进最佳胶原再生效果的PLLA微球浓度。最后，虽然大鼠模型可提供有价值的初步数据，但其皮肤结构与人类存在解剖学差异。未来研究应引入更贴近人类的模型，以增强其临床转化意义。

结论

这项研究探讨了PLLA微球在24周内对大鼠真皮中胶原增生的促进作用，并研究了其潜在机制。结果显示，交联透明质酸（HA）和PLLA微球均能有效增加I型胶原的水平，并维持大鼠真皮的组织稳态。PLLA微球主要在早期刺激III型胶原的生成，而在后期则刺激I型胶原的生成，这很可能是由于巨噬细胞和成肌纤维母细胞的协同作用。值得注意的是，在HA注射后，未观察到这种现象出现在手术过程中的组织中，并且实验室数据也表明透明质酸对III型胶原的合成没有显著的刺激作用。因此，PLLA微球可作为持久的真皮内胶原再生填充剂的主要成分。这些微球由于其缓慢降解的特性，可以维持长期的美学效果，有助于胶原再生，并在适当条件下使用时，可能实现皮肤再生的理想疗效。

参考文献

1. Wang F, Garza LA, Kang S, Varani J, Orringer JS, Fisher GJ, Voorhees JJ. In vivo stimulation of de novo collagen production caused by cross-linked hyaluronic acid dermal filler injections in

photodamaged human skin. Arch Dermatol. 2007;143(2):155–63.

2. Wang JV, Akintilo L, Geronemus RG. Growth of cosmetic procedures in millennials: a 4.5-year clinical review. J Cosmet Dermatol. 2020;19(12):3210–2.

3. Christen MO. Collagen stimulators in body applications: a review focused on poly-L-lactic acid (PLLA). Clin Cosmet Investig Dermatol. 2022;15:997–1019.

4. Cole MA, Quan T, Voorhees JJ, Fisher GJ. Extracellular matrix regulation of fibroblast function: redefining our perspective on skin aging. J Cell Commun Signal. 2018;12(1):35–43.

5. Zhang Y, Liang H, Luo Q, Chen J, Zhao N, Gao W, Pu Y, He B, Xie J. In vivo inducing collagen regeneration of biodegradable polymer microspheres. Regen Biomater. 2021;8(5):rbab042.

6. Lee JC, Daniels MA, Roth MZ. Mesotherapy, microneedling, and chemical peels. Clin Plast Surg. 2016;43(3):583–95.

7. Buzalaf MAR, Levy FM. Autologous platelet concentrates for facial rejuvenation. J Appl Oral Sci. 2022;30:e20220020.

8. Zdun´ska K, Kołodziejczak A, Rotsztejn H. Is skin microneedling a good alternative method of various skin defects removal. Dermatol Ther. 2018;31(6):e12714.

9. Cassuto D, Bellia G, Schiraldi C. An overview of soft tissue fillers for cosmetic dermatology: from filling to regenerative medicine. Clin Cosmet Investig Dermatol. 2021;14:1857–66.

10. Papakonstantinou E, Roth M, Karakiulakis G. Hyaluronic acid: a key molecule in skin aging. Dermatoendocrinol. 2012;4(3):253–8.

11. Hahn HM, Lee WB, Lee IJ. The effects of subcutaneously injected novel biphasic cross-linked hyaluronic acid filler in vivo study. Aesthet Plast Surg. 2021;45(1):322–31.

12. Cowman MK, Matsuoka S. Experimental approaches to hyaluronan structure. Carbohydr Res. 2005;340(5):791–809.

13. Anderegg U, Simon JC, Averbeck M. More than just a filler – the role of hyaluronan for skin homeostasis. Exp Dermatol. 2014;23(5):295–303.

14. Stein P, Vitavska O, Kind P, Hoppe W, Wieczorek H, Schu¨rer NY. The biological basis for poly-L-lactic acid-induced augmentation. J Dermatol Sci. 2015;78(1):26–33.

15. Cabral LRB, Teixeira LN, Gimenez RP, Demasi APD, de Brito Junior RB, de Arau´jo VC, Martinez EF. Effect of hyaluronic acid and poly-L-lactic acid dermal fillers on collagen synthesis: an in vitro and in vivo study. Clin Cosmet Investig Dermatol. 2020;13:701–10.

16. Swearingen A, Medrano K, Ferzli G, Sadick N, Arruda S. Randomized, double-blind, placebo-controlled study of poly-L-lactic acid for treatment of cellulite in the lower extremities. J Drugs

Dermatol. 2021;20(5):529–33.

17. Kapiciog˘lu Y, Gu¨l M, Sarac¸ G, Yig˘itcan B, Go¨zu¨kara H. Comparison of antiaging effects on rat skin of cog thread and poly-Llactic acid thread. Dermatol Surg. 2019;45(3):438–45.

18. Breithaupt A, Fitzgerald R. Collagen stimulators: poly-L-lactic acid and calcium hydroxyl apatite. Facial Plast Surg Clin North Am. 2015;23(4):459–69.

19. Ray S, Adelnia H, Ta HT. Collagen and the effect of poly-l-lactic acid based materials on its synthesis. Biomater Sci. 2021;9(17):5714–31.

20. Shridharani SM, Tisch GM, Ebersole TG, Moak TN, Edwartz C. Clinical experience of poly-L-lactic acid injections for body contouring treatment. J Cosmet Dermatol. 2021;20(6):1655–62.

21. da Silva D, Kaduri M, Poley M, Adir O, Krinsky N, Shainsky- Roitman J, Schroeder A. Biocompatibility, biodegradation and excretion of polylactic acid (PLA) in medical implants and theranostic systems. Chem Eng J. 2018;340:9–14.

22. Jiang XY, Li FW, Chen YQ, Fang JR, Luo SK, Wang HB. Exosomes derived from human adipose-derived stem cells cannot distinctively promote graft survival in cryopreservation fat grafting. Aesthet Plast Surg. 2023;47(5):2117–29.

23. Herovici C. Picropolychrome: histological staining technic intended for the study of normal and pathological connective tissue. Rev Fr Etud Clin Biol. 1963;8:88–9.

24. Fitzgerald R, Bass LM, Goldberg DJ, Graivier MH, Lorenc ZP. Physiochemical characteristics of poly-L-lactic acid (PLLA). Aesthet Surg J. 2018;38(suppl_1):S13–7.

25. Herrmann JL, Hoffmann RK, Ward CE, Schulman JM, Grekin RC. Biochemistry, physiology, and tissue interactions of contemporary biodegradable injectable dermal fillers. Dermatol Surg.

2018;44(Suppl 1):S19–31.

26. Lacombe V. Sculptra: a stimulatory filler. Facial Plast Surg. 2009;25(2):95–9.

27. Vleggaar D, Fitzgerald R, Lorenc ZP. Composition and mechanism of action of poly-L-lactic acid in soft tissue augmentation. J Drugs Dermatol. 2014;13(4 Suppl):s29-31.

28. Venugopal H, Hanna A, Humeres C, Frangogiannis NG. Properties and functions of fibroblasts and myofibroblasts in myocardial infarction. Cells. 2022;11(9):1386.

29. Kuroda K, Kiya K, Matsuzaki S, Takamura H, Otani N, Tomita K, Kawai K, Fujiwara T, Nakai K, Onishi A, Katayama T, Kubo T. Altered actin dynamics is possibly implicated in the inhibition

of mechanical stimulation-induced dermal fibroblast differentiation into myofibroblasts. Exp Dermatol. 2023;32(11):2012–22.

30. Hinz B. The myofibroblast: paradigm for a mechanically active cell. J Biomech. 2010;43(1):146–55.

31. Follonier Castella L, Gabbiani G, McCulloch CA, Hinz B. Regulation of myofibroblast activities: calcium pulls some strings behind the scene. Exp Cell Res. 2010;316(15):2390–401.

32. Schleip R, Klingler W. Active contractile properties of fascia. Clin Anat. 2019;32(7):891–5.

33. Schleip R, Gabbiani G, Wilke J, Naylor I, Hinz B, Zorn A, Ja¨ger H, Breul R, Schreiner S, Klingler W. Fascia is able to actively contract and may thereby influence musculoskeletal dynamics: a histochemical and mechanographic investigation. Front Physiol. 2019;10:336.